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Feb 23, 2024

Le système eINTACT décortique l’exploitation bactérienne de l’osmosignalisation des plantes pour améliorer la virulence

Nature Plants volume 9, pages 128-141 (2023)Citer cet article

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Les bactéries injectent des protéines effectrices dans les cellules hôtes pour manipuler les processus cellulaires qui favorisent la maladie. Étant donné que les bactéries délivrent des quantités minuscules d'effecteurs uniquement dans les cellules hôtes ciblées, il est techniquement difficile de capturer les changements cellulaires dépendants des effecteurs à partir de tissus hôtes infectés en masse. Nous rapportons ici une nouvelle technique appelée isolement inductible par les effecteurs de noyaux marqués dans des types de cellules spécifiques (eINTACT), qui facilite la purification par affinité des noyaux de cellules végétales d'Arabidopsis ayant reçu des effecteurs bactériens de Xanthomonas. L'analyse des noyaux purifiés révèle que l'effecteur Xanthomonas XopD manipule l'expression des gènes liés à la signalisation de l'acide abscissique d'Arabidopsis et active OSCA1.1, un gène codant pour un canal perméable au calcium requis pour la fermeture des stomates en réponse au stress osmotique. La perte d'OSCA1.1 provoque le flétrissement des feuilles et une réduction de la croissance bactérienne dans les feuilles infectées, ce qui suggère qu'OSCA1.1 favorise la sensibilité de l'hôte. eINTACT nous permet de découvrir que XopD exploite la fermeture stomatique médiée par l'osmosignalisation de l'hôte OSCA1.1/acide abscissique pour créer un habitat humide qui favorise la croissance bactérienne et ouvre une nouvelle voie pour élucider avec précision les fonctions des effecteurs de nombreuses bactéries végétales à Gram négatif dans les plantes indigènes. contextes infectieux.

Les agents pathogènes bactériens pénètrent dans les plantes hôtes par des ouvertures naturelles (par exemple des stomates ou des hydathodes) ou des blessures et se multiplient ensuite dans l'espace apoplasique entre les cellules ou dans les vaisseaux1,2. Pour faciliter l’infection, des bactéries virulentes à Gram négatif injectent des effecteurs dans les cellules hôtes à l’aide d’un complexe multiprotéique semblable à une seringue, le système de sécrétion de type III (T3SS)3. À l’intérieur des cellules hôtes, les effecteurs se localisent dans des compartiments subcellulaires spécifiques et manipulent les processus cellulaires de l’hôte pour supprimer l’immunité de l’hôte et/ou créer un environnement favorisant la croissance ou la dispersion bactérienne4,5. Des études récentes sur les pathogènes bactériens suggèrent que l’établissement d’un espace apoplastique aqueux chez les plantes est essentiel à la virulence bactérienne6. En effet, quelques effecteurs ont été identifiés comme favorisant la maladie en provoquant une augmentation des niveaux d'eau dans les tissus infectés, tels que Pseudomonas syringae HopM16, Xanthomonas gardneri AvrHah17 et Xanthomonas translucens Tal88. En raison de la diversité des effecteurs dans des genres bactériens phylogénétiquement distincts, les mécanismes moléculaires sous-jacents à la sensibilité des plantes médiée par les effecteurs restent largement énigmatiques.

Xanthomonas campestris pv. campestris la souche 8004 (Xcc8004) est un pathogène vasculaire foliaire qui provoque la pourriture noire dans de nombreuses cultures de Brassica et dans la plante modèle Arabidopsis2. L'une de ses protéines effectrices, la protéine externe D de Xanthomonas (XopDXcc8004, dans cette étude, XopD), est une protéine effectrice de type III localisée au niveau nucléaire contenant trois répressions amphiphiles (EAR) associées au facteur de liaison aux éléments sensibles à l'éthylène spécifiques à la plante N-terminale. des motifs qui interviennent généralement dans le silençage transcriptionnel in planta et un domaine de cystéine protéase C-terminal9 (Extended Data Fig. 1). Curieusement, deux études antérieures ont rapporté des activités distinctes de XopD chez Arabidopsis 10,11. Une étude a montré que XopD favorise la maladie en supprimant la nécrose précoce des feuilles, mais n'affecte pas la croissance bactérienne dans les feuilles d'Arabidopsis infectées10. Via son domaine contenant le motif EAR, XopD interagit avec et stabilise les protéines d'Arabidopsis DELLA qui sont des répresseurs transcriptionnels majeurs des gènes sensibles à l'acide gibbérellique (GA) . Pourtant, l’interaction XopD – DELLA ne provoque pas de changements détectables dans les niveaux de transcriptions sensibles à GA10. De manière controversée, une autre étude a déduit un effet d'avirulence de XopD, car l'expression transgénique de XopD sous le contrôle d'un promoteur inductible par le β-estradiol chez Arabidopsis déclenchait des réponses de défense dépendantes de l'acide salicylique (SA) et supprimait la croissance bactérienne11. De plus, ayant une petite activité de protéase modificateur de type ubiquitine (SUMO), XopD s'est avéré, in vitro, interagir avec et désUMOyler Arabidopsis HFR1, un facteur de transcription (TF) impliqué dans la signalisation des phytochromes11. Prises ensemble, les deux études précédentes suggèrent que XopD pourrait moduler l’activité des TF végétaux et des voies de signalisation des phytohormones de l’hôte. Néanmoins, les mécanismes moléculaires sous-jacents aux fonctions précises in planta de XopD restent peu concluants.

 2) enriched biological GO terms. The DEGs that were not annotated by these GO terms were not shown. c, WashU Epigenome Browser snapshots showing mCG and mCHH methylation levels at SUVH9 and OSCA1.1 loci. Positive and negative bars indicate 5-methylcytosine levels of single cytosine on the Watson (+1) and Crick (−1) strands, respectively. The transposable elements (TEs) are shown as grey boxes. The transcription start site (TSS) is indicated with a brown triangle. d,e, The expression levels (mean read counts) of OSCA1.1 (d) and PR1, PR2, PR5, EDS1 and PAD4 (e) in nuc−XopD and nuc+XopD. Data are presented as mean values ± s.e.m. (error bars) from n = 3 independent biological replicates. DESeq2 P values are from Wald test corrected for multiple testing using the Benjamini–Hochberg method (nuc−XopD versus nuc+XopD; OSCA1.1, P = 0.033; PR1, P = 0.819; PR2, P = 0.947; PR5, P = 0.794; EDS1, P = 0.833; PAD4, P = 0.981). *P < 0.05; NS, not significant (P > 0.05). f, Relative expression of XopD, PR1, PR2, OSCA1.1 and HYL1 after XopD was induced by β-estradiol in Arabidopsis seedlings, relative to their expression in DMSO-treated seedlings. The expression of TUB2 is used as a control. Data are presented as mean values ± s.e.d. (error bars) from n = 2 independent biological replicates. Statistical significance is determined by a two-sided unpaired t-test (DMSO-treated seedlings versus β-estradiol-treated seedlings; XopD, P = 0.04; PR1, P = 0.04; PR2, P = 0.03; OSCA1.1, P = 0.42; HYL1, P = 0.15). *P < 0.05; NS, not significant (P > 0.05). Small circles indicate data points of individual biological replicates (d–f)./p> 0.05). b, RT-qPCR analysis of RD29A expression in nuc+XopD relative to its expression in nuc−XopD. The expression of TUB2 is used as a control. Data are presented as mean values ± s.d. (error bars) from n = 3 independent biological replicates. Statistical significance is determined by a two-sided unpaired t-test (P = 0.043). *P < 0.05. c, Relative abundances of miR159a in nuc−XopD and nuc+XopD compared to its abundance in total nuclei of mock-inoculated leaves. Data are presented as mean values ± s.d. (error bars) from n = 3 independent biological replicates and normalized against the abundances of ACTIN2/8 in each sample. Statistical significance is determined by a two-sided unpaired t-test (nuc−XopD versus nuc+XopD, P = 0.019). *P < 0.05. d, Representative leaves infected with indicated bacterial strains under regular (60%) or high (95%) humidity conditions at seven DPI. Mock, treatment with buffer; ABA, treatment with ABA. e, The water loss rate of detached Xcc* (+XopD) and Xcc∆xopD* (−XopD) infected leaves at seven DPI. Data are presented as mean values ± s.d. (error bars) from n = 8 leaves from four different plants. f, A boxplot representing bacterial population density in symptomatic leaf tissues inoculated with Xcc* (+XopD) and Xcc∆xopD* (−XopD) at seven DPI. Horizontal lines from the top show maxima, upper quartile, median, lower quartile and minima values, and cross marks show the mean values. For each treatment, n = 8 leaves from four different plants were examined. Statistical significance is determined by a two-sided unpaired t-test (no treatment: Xcc∆xopD* inoculated leaves versus Xcc* inoculated leaves, P = 0.046; Xcc∆xopD* inoculated leaves: mock treatment versus ABA treatment, P = 0.014). *P < 0.05. Small circles (a–c,f) represent data points of individual biological replicates./p>six-fold) lower in nuc+XopD (Fig. 4c), which coincided with a significant increase in MYB33 expression in these nuclei (Fig. 4a)./p> 5, false discovery rate (FDR) adjusted P value < 0.05, |log2FC| > 1)47./p>96% methylated pUC19 DNA spiked in) was sheared to 100–500-bp fragments using a focused ultrasonicator (Covaris E220 system), in microtubes at a setting of 175 peak incident power, 10 dc, 200 cpb for 40 s. Enzymatic methyl-sequencing (EM-seq) libraries were prepared from sheared DNA using NEBNext Enzymatic Methyl-seq Kit following the manufacturer instructions (New England BioLabs). Due to the amount of starting DNA material being lower than 10 ng, the minimum recommended amount of starting material by the manufacturer, we added two PCR cycles at the final step of PCR amplification of the sequencing libraries. Libraries were sequenced on NovaSeq 6000 system (Novogene) for collecting 2× 150-bp paired-end reads that passed the Illumina quality control filter (Supplementary Table 8)./p>100 bp, mean methylation difference >0.15, test statistic areaStat >10. A locally installed WashU Epigenome Browser was used for visualizing DNA methylation at single-base resolution54./p>2) sample types were analysed by ANOVA followed by post hoc Tukey’s honestly significant difference. Experiments were performed at least twice with similar results./p>

 0.05)./p>

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