Modèle et répétabilité des ascaris

Parasites & Vecteurs volume 16, Numéro d'article : 175 (2023) Citer cet article

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Un test immuno-enzymatique (ELISA) coproantigène a récemment été proposé pour détecter les infections à ascaris chez les poulets. Le modèle d’excrétion des antigènes des ascaris dans les excréments de poulet et la cohérence des mesures au cours des infections sont actuellement inconnus. Cette étude évalue le profil et la répétabilité de l'antigène du ver par gramme de matières fécales (APG) et compare les performances diagnostiques de l'ELISA coproantigène avec un ELISA d'anticorps de plasma et de jaune d'œuf et le nombre d'œufs fécaux McMaster (M-FEC) à différentes semaines après l'infection. (wpi).

Des échantillons de matières fécales, de sang et de jaune d'œuf ont été prélevés sur des poules pondeuses infectées par voie orale avec un mélange d'œufs d'Ascaridia galli et d'Heterakis gallinarum (N = 108) ou conservées comme témoins non infectés (N = 71). Des mesures comprenant (a) l'APG à l'aide d'un test ELISA de coproantigène, (b) les œufs par gramme de selles (EPG) à l'aide de la technique McMaster et (c) les IgY spécifiques aux ascaris dans le plasma et les jaunes d'œufs à l'aide d'un test ELISA d'anticorps spécifiques aux ascaris) ont été effectuées. entre wpi 2 et 18.

Les différences significatives en fonction du temps dans l'APG entre les poules pondeuses infectées et non infectées ont été quantifiées. Aux wpi 2 (t (164) = 0,66, P = 1,00) et 4 (t (164) = −3,09, P = 0,094), aucune différence significative n'a été observée entre les groupes, alors que les poules infectées présentaient des niveaux d'APG significativement plus élevés que les témoins. par wpi 6 (t(164) = −6,74, P < 0,001). Comme l'indique une estimation de répétabilité globale élevée de 0,91 (IC = 0,89 à 0,93), l'APG pourrait être mesurée de manière cohérente à partir du même individu. Comparé à McMaster et à l'ELISA d'anticorps, l'ELISA de coproantigène a montré les performances diagnostiques globales les plus élevées (aire sous la courbe, AUC = 0,93), bien que les différences dépendent du temps. De wpi 6 à 18 coproantigènes ELISA avait une AUC > 0,95, tandis que le plasma IgY ELISA présentait les performances diagnostiques les plus élevées dans wpi 2 (AUC = 0,95). M-FEC présentait la corrélation la plus élevée avec la charge totale de vers, tandis que l'APG présentait les corrélations les plus élevées avec le poids et la longueur d'A. galli.

L’excrétion de l’antigène ascarien par les excréments de poulet peut être mesurée avec une grande précision et répétabilité à l’aide d’un test ELISA coproantigène. L'excrétion d'antigène augmente avec le temps et est associée à la maturation du ver, en particulier à la taille d'A. galli. Nos résultats suggèrent la nécessité d’une utilisation complémentaire de différents outils de diagnostic pour un diagnostic plus précis des infections.

La promotion de pratiques améliorant le bien-être des poules pondeuses accroît le recours aux systèmes d’élevage sans cage. Lorsqu’un accès à l’extérieur est fourni, les poules pondeuses peuvent mieux exprimer leur comportement naturel et avoir moins de peur et de stress dans un système en liberté [1]. En raison de l'élevage des poules dans des systèmes d'élevage sans cage, les nématodes gastro-intestinaux - en particulier Ascaridia galli et Heterakis gallinarum avec des voies de transmission orale-fécale - se sont répandus et sont associés à des pertes de production même en cas de signes cliniques minimes ou absents [2, 3,4,5,6,7]. Dans de tels systèmes, les poules pondeuses sont en contact plus étroit avec les excréments, permettant la transmission orale-fécale des helminthes [3]. Freiner la propagation des infections et réduire leur impact sur la productivité des poules dépend en grande partie d’un diagnostic précoce et précis.

Il existe plusieurs critères importants à prendre en compte lors du choix d'une méthode de diagnostic des infections helminthiques chez le bétail. La première consiste à identifier et différencier correctement tous les animaux infectés et non infectés (c'est-à-dire un diagnostic qualitatif). La détection précoce d’une infection par les helminthes peut empêcher la propagation de l’infection au sein et entre les troupeaux. Cela pourrait également être crucial pour l'emploi d'un traitement ciblé sur les troupeaux, qui pourrait être rentable et atténuer le développement d'une résistance aux médicaments chez les parasites [8]. Le deuxième critère est que l'outil de diagnostic soit capable d'évaluer l'intensité de l'infection (c'est-à-dire un diagnostic quantitatif) en établissant une corrélation significative entre le résultat de la mesure et la charge parasitaire réelle de l'animal hôte. L'estimation de l'intensité de l'infection est importante pour la volaille et les autres animaux d'élevage, car les effets de l'infection par les helminthes sur la productivité, la santé et le bien-être des animaux sont probablement plus importants avec une charge parasitaire plus élevée (par exemple, [9]). Un diagnostic quantitatif est également essentiel lors des tests d’efficacité des anthelminthiques, qui reposent actuellement sur la réduction du nombre d’œufs fécaux (FEC) ou du nombre de vers par autopsie [10].

43.5 mm) from immature females (< 43.5 mm) [25]. Worm length was measured for both A. galli and H. gallinarum using a ruler with measurement precision of 1 mm. Length measurement was based on the worm classification (i.e., larvae, mature immature, males). Only intact worms for each classification (maximum of 10 per bird) were randomly selected and measured. The average of the selected worms was multiplied by the total number of worms in each classification [25]. The weight (mg) of A. galli was estimated from the length (mm) of female and male A. galli using the Le cren weight–length relationship model [28]. The average weight of A. galli was also calculated with respect to the total A. galli burden in each hen. To establish the Le cren weight–length relationship, we used a data set from a previous experiment (Additional file 1: Fig. S1), where both the weight and length of A. galli were precisely measured. For the measurement of A. galli weight, a precision (0.1 mg readability) analytical balance (Mettler Toledo GmbH, Gießen, Germany) was used. The precision of length measurements was the same as in the present study (i.e., 1 mm)./p> 0.90) [33]./p> 0.05) in their antigen concentration across different wpi throughout the experiment (Fig. 2), whereas there was a statistically significant increase (P < 0.05) in the APG values of infected laying hens across the wpi. APG in the infected laying hens was significantly different (t(164), = −4.62, P < 0.001) in the early stages of infection (between wpi 2 and 4), while at later phases (e.g., between wpi 6–18, [t(164), = −3.09, P = 0.094]) there was no significant difference in the APG of infected laying hens./p>

0.90) was confirmed for this method within all wpi. Its diagnostic test accuracy was highest at wpi 18 (AUC = 1.00). Similarly, the specificity and sensitivity of the assay increased over time; by wpi 4, the assay yielded 100% specificity but with low sensitivity of 39%. To fully compare the accuracy of the coproantigen ELISA method (i.e., APG) with faecal egg counts (i.e., EPG) and plasma and egg yolk IgY ELISA, the available data for EPG and IgY assay were used. The overall AUC for FEC was 0.91, while plasma and egg yolk IgY assay yielded overall accuracy of AUC = 0.83 and 0.88, respectively (Fig. 5a). The DeLong test showed no significant difference between coproantigen ELISA and FEC (Z = 0.674, P = 0.501) and egg yolk IgY ELISA (Z = 1.645, P = 0.100), whereas the overall accuracy of plasma IgY assay was significantly (Z = 2.336, P = 0.019) lower. Both FEC and coproantigen ELISA had 100% specificity, while specificity was lower for the plasma IgY assay (72.9%) and egg yolk IgY assay (80%). FEC demonstrated the highest sensitivity, at 82.2%, followed by egg yolk IgY with sensitivity of 80%, while both coproantigen and plasma IgY ELISA had sensitivity of 76.7%./p>

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